Частина IV. Вплив мітрагініну на ізольовані тканини

1. Введення

З листя Mitragyna speciosa було отримано мітрагінін як основний компонент. Ми вивчали фармакологічні ефекти мітрагініну на електроіндуковане скорочення в клубової кишки морських свинок та аналіз зв’язування радіолігандів і виявили, що мітрагінін діє на опіоїдні рецептори (Watanabe та ін., 1997; Yamamoto та ін., 1999; Takayama та ін., 2002). Очікувалося, що мітрагінін буде проявляти опіоїдні ефекти в сім’явивідних протоках миші, оскільки опіоїдні рецептори також присутні в цій тканині також присутні в цій тканині. Але насправді, інгібуючий ефект мітрагініну на нейрогенне скорочення налоксон не впливав, і його інгібуючий ефект не можна пояснити лише опіоїдною дією лише опіоїдною дією. Схоже, що крім стимуляції опіоїдних рецепторів до дії мітрагініну залучені й інші механізми до дії мітрагініну на гладку мускулатуру залучені й інші механізми, окрім стимуляції опіоїдних рецепторів. У цьому розділі ми дослідили вплив мітрагініну на нейрогенне скорочення у різних препаратах гладеньких м’язів (клубової кишки морської свинки, сім’явивідної протоки миші та сім’явивідної протоки морської свинки). морської свинки, сім’явивідні протоки миші та сім’явивідні протоки морської свинки). Нейронні Са2+ канали відіграють важливу роль у нейрогенному скороченні сім’явивідних проток. Тому ми дослідили вплив мітрагініну на рівень цитозольного Са2+ в культивованих клітинах нейробластоми.

2. Матеріали і методи

Тварини

Всі експерименти проводилися відповідно до «Керівними принципами догляду та використання лабораторних тварин», схваленими Японським фармакологічним суспільством. Кількість використовуваних тварин було зведено до мінімуму, необхідного для значущою інтерпретації даних, також дискомфорт тварин був зведений до мінімуму. Самці морської свинки альбіноса (320-540 г, Takasugi Lab. Тварини, Японія) були вбиті при вдиханні СО2.

Виділення клубової кишки морської свинки

Клубову кишку морської свинки розчленовували і поміщали в розчин Кребса-Хенселейта (мМ): NaCl, 112.08; KCl, 5.90; CaCl2, 1.97; MgCl2, 1.18; NaH2PO4, 1.22; NaHCO3, 25,00 і глюкози, 11,49. Клубову кишку поміщали під напругу (1g) в інкубатор органів з 5 мл живильного розчину. Інкубатор підтримували при 37ºC і безперервно барботіровалі сумішшю 95% O2 і 5% CO2. Тканини були простимульовані за допомогою платинового голчастим-кільцевого (кільце було розміщено на 20 мм вище підстави голки, довжиною в 5 мм) електрода. Після 60 хвилинного врівноваження в розчині Кребса-Хенселейта клубова кишка була трансмуральному простимульована (Cox and Weinstock, 1966) з монофазним імпульсами (тривалість 0,2 Гц і 0,1 мс) стимулятором (SEN-7203, Nihon Kohden, Токіо, Японія). Скорочення були записані ізотонічний, використовуючи перетворювач зміщення (NEC Type 45347, San-ei Instruments Ltd., Токіо, Японія). Був досліджений ефект медикаментозного лікування скорочень, викликаних трансмуральної стимуляцією через кільцеві електроди. На початку кожного експерименту, перевіряючи стабільність, фіксували максимальний відгук на ацетилхолін (3 мкм) в кожної тканини. Середня амплітуда електрично стимульованого скорочення становила близько 30% максимального відгуку на ацетилхолін (3 мкм). Висота відповідної судоми на трансмуральних стимуляцію вимірювалася до і після використання препарату. Скорочення (%) виражається у відсотках від відповідної судоми на трансмуральних стимуляцію перед використанням препарату.

Виділення сім’явивідної протоки миші

Сім’явивіднупротоку миші був розрізаний і поміщені в відщеплюється MgCl2 з розчину Кребса-Хенселейта. Тканини поміщали під тиск в 0,2 Па в п’ятиміліметровий інкубатор органів, що містить поживна речовина з розчину. Ванну витримували при 37ºC і безперервно барботіровалі сумішшю 95% O2 і 5% CO2. Тканини стимулювали платиновим голчастим кільцем (кільце було розміщено на 20 мм вище підставу голки довжина якої 5 мм). Після 60-хвилинного врівноваження в розчині Кребса-Хенселейта тканини трансмуральному стимулювалися за допомогою послідовності з 10 імпульсів, тривалістю 1,5 мсек, інтервалом 2 мсек при стимуляції кожні 30 секунд (SEN-7203, Nihon Kohden, Tokyo, Japan)). Скорочення були ізотонічний записані з використанням перетворювача зміщення (NEC Type 45347, San-ei Instruments Ltd., Токіо, Японія). Вплив медикаментозного лікування на судомні скорочення, викликані трансмуральної стимуляцією, досліджувалися через кільцеві електроди. Висота відповідної судоми на трансмуральних стимуляцію вимірювалася до і після використання препарату. Скорочення (%) виражається у відсотках від відповідної судоми на трансмуральних стимуляцію перед використанням препарату.

Виділення сім’явивідної протоки морських свинок

У морських свинок епідімальная частина сім’явивідної протоки була розчленована і поміщена в Розчин Кребса-Хенселейта наступного складу (мМ): NaCl, 112; KCl, 5,9; CaCl2, 2; NaH2PO4, 1,2; MgSO4, 1,2; NaHCO3, 25 і глюкози, 11; EDTA, 0,03 (рН 7,4). Сегмент сім’явивідної протоки (довжиною 10-15 мм) поміщали під напругу (0.5g) в інкубатор органів з 5 мл живильного розчину. (Toyo Boldwin, T-7-8-240, Orientec, Японія). Судоми сім’явивідної протоки посилювали підсилювачем постійного струму (San-ei 6M92), дані зберігали за допомогою записуючої ручки (Hitachi, Mod 056). Поживний розчин підтримували при 37 ° С і насичували 95% O2 і 5% CO2. Тканини були трансмуральному стимульовані голчастим кільцем платинового електрода. Голчастий електрод розташовувався вертикально і був вставлений в нижній кінець, а кільцевої електрод був розташований на верхньому кінці сім’явивідної протоки. Квадратні імпульси (10 Гц, 0,3 мсек тривалістю 50 В) доставлялися на сім’явивіднупротоку кожну хвилину. Висота відповідної судоми на трансмуральних стимуляцію вимірювалася до і після використання препарату. Скорочення (%) виражається у відсотках від відповідної судоми на трансмуральних стимуляцію перед використанням препарату.

Клітини нейробластоми в культурі

М’язові клітини нейробластоми (N1E-115) культивували в модифікованої DMEM ((GIBCO, Grand Island, NY, USA), що містить 10% ембріональної бичачої сироватки при 37 ° С в зволоженою атмосфері (5% CO2 в повітрі). Після механічного перемішування 3 × 10 ^ 4 клітини були перенесені до 35 мм тканинної культурі на посуд, яка містила 4 мл живильного середовища. Після прикріплення клітин посуд встановлювали на підставку інвертованого фазово-контрастного мікроскопа (Nikon, Tokyo, Japan). Ці клітини переважно висловлювали Т-канальні струми ( Pang et al., 1990). в експериментах, де, в част ості, шукали L-канали, клітини вирощували і зберігали в злитті протягом 3-4 тижнів при тих же умовах культивування з додаванням 2% диметилсульфоксиду. Ці клітини висловлювали переважно тривалі (L) -канальні струми (Pang et al., 1990). перехідний (T) -канальний компонент був дуже маленький і, отже, вимірюваний внутрішній струм проходив переважно через L-канали при вихідному потенціал в -40 мВ.

Запис струмів каналу Ca2 + в клітинах нейробластоми

Метод Петч-Клампа для всієї клітини використовувався, як було описано раніше (Pang et al., 1990). Опір піпеток 2-15 МОм. Записи струму в мембрані були зроблені з підсилювача Петч-Клампа Axopatch-1B (Axon Instruments, Union City, CA, США). Всі сигнали були відфільтровані на частоті 1 кГц і збережені на дискетах за допомогою цифрового осцилографа і, пов’язаного з ним дискового накопичувача. Оскільки пікові струми, виміряні за допомогою 20 мМ Ba2 +, як носій заряду, зазвичай були невеликими (≈ 200 pA), а послідовний опір зазвичай становило <10 МОм, помилка напруги складала <2 мВ. Отже, компенсація послідовного опору зазвичай не використовувалася. Якщо ємнісний датчик тимчасово перекривався з надходженням вхідного струму або, якщо просторове управління напругою не відповідало вимогам (тобто, N1E-115 клітин з довгими нейронними наростами), експериментальні дані відхилялися. Зазначені вольт-амперні графіки були побудовані з використанням пікових значень (скоригованих з урахуванням витоку) з вихідних записів для Т-типу або L-типу струмів Ca2 + каналів. Утримує мембранний потенціал фіксували при -80 мВ при дослідженні каналів Ca2 + T-типу, в той час як при вимірюванні струмів каналу Ca2 + L-типу потенціал утримує мембрани фіксувався при -40 мВ. Токи Ba2 + в Ca2 + каналах були викликані деполяризацією (200 мсек) з інтервалом в 5 секунд. Стабільні показники були вперше отримані на 5 хвилині для кожного запису одиночній клітини, а потім до омиває розчину були додані препарати. Експерименти проводили при кімнатній температурі, щоб продовжити термін існування клітин і час запису каналу. У справжні дослідженні клітин нейробластоми стабільні записи можуть підтримуватися в середньому 30 хв. Омиває розчин містив (мМ): Tris, 110; KCl, 5; CsCl, 5; 4- (2-hydroxyethyl) -1-piperazine ethanesulfonic acid, 20; glucose, 30; BaCl2, 20 and tetrodotoxin, 0.5 мкМ.

Цитозольний Ca2 + рівень ([Ca2 +] i) в клітинах нейробластоми

[Са2 +] i вимірювали з використанням. Клітини нейробластоми (моношар), вирощені на покривному склі, культивували з 2 мкМ фура-2-ацетоксіметілового ефіру протягом 1 години в темному місці при кімнатній температурі. Потім промивали 3 рази, використовуючи розчин, що містить (мМ) NaCl, 145; KCl, 5; CaCl2, 1; MgCl2, 1; NaH2PO4, 0,5; 4- (2-гідроксіетил) -1-піперазин етансульфоновую кислоту, 10, глюкозу, 10 (рН 7.4) і зберігали той же буфер. Покривне скло, прикріплене до клітин, переносили в 1 мл камери Sykes-Moore на підставку інвертованого мікроскопа (Diaphot-TMD, Nikon, Tokyo, Japan). Експерименти проводилися при кімнатній температурі. Клітини, навантажені 2-фторурацилом, порушувалися при 340 і 380 нм, і флуоресценцію цих клітин вимірювали при 510 нм з використанням флуоресцентного спектрометра (Spex, Edison, NJ, USA), поєднаного з інвертованим мікроскопом. Сигнал [Ca2 +] i був відкалібрований, як описано Grynkiewicz et al. (1985).

Медикаменти

Використовували такі препарати: α, β-метилен ATФ, празозин (Sigma, St. Louis, MO, USA), норадреналін бітартарат (Wako, Osaka, Japan) гексаметоній хлорид (Tokyo Kasei, Japan), тетродотоксин (Sankyo, Japan), морфін (Takeda Chemical Industries, Osaka, Japan), 2-фторурацил ацетоксіметіловий ефір (Molecular Probes, Eugene, OR, USA). Мітрагінін був виділений з екстракту листя кратома, як описано раніше (Ponglux et al., 1994), і загальна кількість синтезованого мітрагінін також було встановлено (Takayama et al., 1995). Чистота (> 99%) мітрагінін перевірялася за допомогою ВЕРХ та 1 H-ЯМР (500 МГц) (Takayama et al., 2002). Мітрагінін спочатку розчиняли в 100% диметилсульфоксиде з отриманням 1мМ розчину, а потім розбавляли дистильованою водою. Інші лікарські засоби розчиняли в дистильованої воді.

Статистичний аналіз

Дані виражаються як середнє ± S.E.M. Статистичний аналіз проводили з Двухвиборочний t – тестом, для порівняння двох груп, і одностороннім аналізом дисперсії, з подальшим використанням методу поправки Бонферроні для порівняння більш ніж двох груп. Значення Р <0,05 розглядалося як статистично значуще.

3. Результати

Вплив мітрагініну на електрично індуковане скорочення в клубової кишці морських свинок і в сім’явиносній протоці мишей

Вплив мітрагінін і морфіну на скорочення, викликане одноразової імпульсної електричної стимуляцією, вивчали в клубової кишці морської свинки. Середня амплітуда скорочень клубової кишки, викликаних електричною стимуляцією, становила близько 30% максимального відгуку на ACh (3 мкм). Це скорочення було скасовано тетродотоксином (100 нМ) і атропіном (30 нМ). Однак, гексаметоній (100 мкМ) не впливав на скорочення (6 ± 3% інгібування). Біологічну активність in vitro оцінювали з використанням ізольованій клубової кишки морської свинки для μ- і κ-опіоїдних рецепторів і мишачого сім’явивідної протоки для δ-опіоїдних рецепторів. Для вивчення участь μ- і κ-опіоїдний рецепторів в дії мітрагінін, ми порівнювали значення pA2 налоксону в кривих відгуку для мітрагінін, морфіну, DAMGO і U69593 в клубової кишці морської свинки. Мітрагінін ингибировал електрично стимульоване стиснення в залежності від концентрації, також як і морфін, і їх значення pD2 становили 6,92 ± 0,05 і 7,67 ± 0,06 відповідно. концентраційні криві для мітрагінін, морфіну, DAMGO і U69593 були зміщені вправо в присутності налоксону. Коефіцієнти нахилу для мітрагінін, морфіну, DAMGO і U69593 істотно не відрізнялися від одиниці, припускаючи конкурентне інгібування. Значення pA2 налоксону становило 8,77 ± 0,12 для мітрагінін, 8,61 ± 0,15 для морфіну, 8,77 ± 0,35, для DAMGO, і 7,50 ± 0,36 для U69593. Мітрагінін також ингибировал електрично викликане скорочення м’язів сім’явивідної протоки мишей залежно від дозування, як і морфін і δ-селективний агоніст DPDPE, а їх значення pD2 становили 4,57 ± 0,14 для мітрагінін, 5,85 ± 0,08 для морфіну і 8,53 ± 0,16 для DPDPE. Концентраційні криві для морфіну і DPDPE були зрушені вправо в присутності налоксону або δ-селективного антагоніста naltrindole. З іншого боку, гальмуючий ефект мітрагінін на сім’явивіднупротоку мишей не було порушено вищезгаданими антагоністами, навіть при високому дозуванні в 10 мкМ.

Вплив мітрагініну на електрично індуковане скорочення сім’явивідної протоки у морських свинок

Електрична трансмуральних стимуляція сім’явивідної протоки викликала судорожні скорочення гладкої мускулатури. Даний відгук був скасований тетродотоксином (100 нМ), але не ингибировал гексаметоній (100 мкм). Празозин (10 мкМ) і α, β-метилен АТФ (10 мкМ) зменшили відгук на скорочення, і комбінація празозину та α, β-метиленового АТФ повністю інгібувати відгук. Мітрагінін (0,3-10 мкм) ингибировал відповідь на тремтіння в залежності від концентрації. Інгібуючу дію мітрагінін на, електрично викликане скорочення сім’явивідної протоки морських свинок, які не відновлювалося налоксоном (100 мкм). Морфін (1 мкМ) злегка ингибировал відгук на скорочення.

Вплив мітрагініну на норадреналін, ATФ- і KCl-індуковані скорочення в сім’явиносній протоці

Мітрагінін (30 мкМ) не зміг пригнічувати скорочення норадреналіну або АТФ у морських свинок. Крім того, мітрагінін (30 мкМ) не зменшується KCl-індуковане скорочення в присутності тетродотоксина, празозину та α, β-метиленового АТФ. Скорочення норадреналіну і АТФ було скасовано шляхом попередньої обробки празозином і α, β-метилен ATФ, відповідно.

Вплив мітрагініну на струми Т-типу і L-типу Ca2 + канали в клітинах нейробластоми

Ми зареєстрували два типи струмів каналу Ca2 +, які були тимчасовими (T) або постійними (L) всередині Ba2 + струмів. У нормальних клітинах ступінчаста деполяризация з утримує потенціалу -80 мВ викликана переходом всередині Ba2 + струмів. Повна інактивація цих внутрішніх струмів сталася протягом 200 мс тестового імпульсу. Токи активувалися деполяризацией клітини від утримує потенціалу в межах від -80 мВ до -20 мВ. Записи були отримані до і через 5 хв після додавання мітрагінін (1 мкМ). Пік внутрішнього струму Ba2 + вимірювався як максимальна зміна вхідного струму від рівня нульового струму. Мітрагінін привів до значного зменшення амплітуди струму в залежності від концентрації, але не вплинув на зрушення відносини I-V вздовж осі напруги. У клітинах, культивованих диметилсульфоксидом, найчастіше реєструвалися струми каналу Ca2 + L-типу. Утримує потенціал встановлювали на -40 мВ, а ступінчаста деполяризация викликала внутрішні струмові лінії для Ba2 +. Протягом 200 мс періоду деполяризующего імпульсу струми каналу Ca2 + L-типу не інактивована. Мітрагінін ингибировал ток каналу Ca2 + L-типу без зміни кінетики каналу.

Вплив мітрагініну на збільшення KCl-індукованого цитозольного рівня Ca2 + ([Ca2 +] i) в клітинах нейробластоми

При наявності позаклітинного Ca2 + (1 мМ), KCl (15 мМ) деполярізованнимі мембрану і індукував швидке і фазованого збільшення [Ca2 +] i в клітинах нейробластоми. Після фазового збільшення реакція на KCl досягла плато на рівні вище базального значення. Мітрагінін ингибировал KCl-індукований [Ca2 +] i зростання, і дане інгібування було скасовано промиванням. Збільшення внутрішньоклітинного Ca2 + за допомогою KCl було встановлено на 100%. Це ингибирующее вплив мітрагінін залежить від використовуваної концентрації (10 нМ-1 мкМ).

4. Дискусія

У цьому дослідженні ми вивчали опіоїдні ефекти мітрагінін з використанням різних підготовлених ізольованих тканин. Електрично стимульована підготовлена ​​клубова кишка морської свинки використовувалася в якості моделі дію мітрагінін. Мітрагінін ингибировал електрично стимульоване скорочення клубової кишки, як описано раніше (Watanabe et al., 1997). Клубова кишка морської свинки містить сукупності функціональних μ- і κ-опіоїдних рецепторів (Lord et al., 1977; Chavkin and Goldstein, 1981). Інгібуючу дію мітрагінін антагонізував антагоністом опіоїдного рецептора – налоксоном. Значення pA2 опиоидного антагоніста налоксону до інгібірує, μ-селективного агоніста DAMGO і κ-селективного агоніста U69593 представляють спорідненість налоксону до μ- і κ-опіоїдних рецепторів відповідно. Значення pA2 налоксону до мітрагінін було дуже схоже з співвідношенням між DAMGO і морфіном, але явно відрізнялося від співвідношення до U69593. Відомо, що морфін ингибировал скорочення клубової кишки морської свинки переважно через μ-опіоїди рецептори. Ці результати показали, що μ-опіоїдні рецептори беруть участь у дії мітрагінін на клубову кишку морської свинки. У мишачому сім’явиносній протоці мітрагінін ингибировал судорожне скорочення, але його ефект був значно менше, ніж у селективного агоніста морфіну і δ-рецептора DPDPE. На відміну від морфіну і DPDPE, які були чутливі до налоксон і naltrindole, інгібуючу дію мітрагінін було несприйнятливим до мікромолярних дозам налоксону або naltrindole. Передбачалося, що інгібірує, мітрагінін може бути чутливим до налоксон при розгляді сім’явивідної протоки, оскільки μ-рецептори, а також δ- і κ-рецептори присутні в цій тканини, але насправді ефект мітрагінін не залежав від налоксону, або naltrindole, навіть при високих дозах. Схоже, що інші механізми, крім опіоїдних рецепторів, беруть участь у дії мітрагінін в його гладкої мускулатури. Потім ми досліджували ефекти мітрагінін з використанням сім’явивідної протоки морської свинки. Повідомляється, що скорочення гладких м’язів, викликане електричною стимуляцією в сім’явиносній протоці у морських свинок, випливає з норадреналіну і АТФ, що вивільняються з нервових закінчень, шляхом порушення симпатичних нейронів (Sneddon et al., 1982). Це дослідження підтвердило ці висновки: судорожне скорочення сім’явивідної протоки було інгібувати тетродотоксином, але на нього не вплинув гексаметоній. Антагоніст α1-адренорецептори, празозин або десенсибілізація рецептора АТФ за допомогою α, β-метиленового АТФ частково зменшили відгук від скорочень. Комбінована обробка привела до повного пригнічення електрично індукованого скорочення. Таким чином, електрично індуковане скорочення пов’язане з порушенням симпатичних постгангліонарних нейронів, що призводять до спільного вивільненню норадреналіну і АТФ з нервового закінчення. Відомо, що опіоїдні рецептори розташовані в сім’явиносній протоці (Traynor, 1994), але морфін не перешкоджав електрично индуцированному скорочення в сім’явиносній протоці свині. На додаток, інгібуючий ефект мітрагінін не був скасований налоксоном. Ці результати показують, що опіоїдні рецептори не беруть участі в інгібірує, цієї тканини. У даній тканини мітрагінін практично скасував електрично індуковане скорочення сім’явивідної протоки, але не впливав на реакцію на норадреналін або АТФ. Крім того, мітрагінін не вплинув на KCl-індуковане скорочення в присутності тетродотоксина, празозину та α, β-метиленового АТФ. Дане KCl-індуковане скорочення є результатом порушення гладкої мускулатури, оскільки нейрогенні фактори, викликані KCl, були усунені в цьому стані. Отже, ефекти мітрагінін на рецепторах і скорочувальної механізмі гладких м’язів сім’явивідної протоки може бути дуже малий при концентрація менш 30 мкм. З огляду на вищенаписане, мітрагінін діє не на гладку м’яз, а на, головним чином, симпатичні нерви, що призводить до пригнічення нейрогенного скорочення сім’явивідної протоки. Таким чином, вважається, що мітрагінін уповільнює вивільнення нейротрансмітера, викликане стимуляцією нерва. Нейронні канали Ca2 + грають важливу роль в нейрогенном скорочення сім’явиносних проток. Ми відзначили вплив мітрагінін на нейронні канали Ca2 + в клітинах нейробластоми N1E-115. Використовуючи метод патч-затиску, мітрагінін, як було встановлено, блокує струми Ca2 + каналу T- і L-типу в клітинах нейробластоми. Мітрагінін зменшив амплітуду обох струмів каналу Ca2 + T- і L-типу без зміни кінетики каналу. Інгібуючий ефект звернемо за допомогою промивання. Це безпосереднє доказ того, що мітрагінін блокує канали Ca2 + в нейронних клітинах. Додаткові докази впливу мітрагінін на канали Ca2 + забезпечуються експериментами, в яких [Ca2 +] i вимірювали за допомогою флуоресцентного барвника 2-фторурацилу в клітинах нейробластоми. Клітини стимулювали деполяризацией за допомогою KCl, що призводило до збільшення внутрішньоклітинного Ca2 +. Мітрагінін ингибировал збільшення [Ca2 +] i у відповідь на радражітель KCl в клітинах нейробластоми. Було виявлено, що мітрагінін пригнічує електрично стимульоване скорочення сім’явивідної протоки морських свинок і блокує канали Ca2 + в клітинах нейробластоми N1E-115. Імовірно, мітрагінін пригнічує нейрогенне скорочення сім’явивідної протоки через блокаду нейронних каналів Ca2 +. Повідомлялося, що деякі блокують канали Ca2 + проявляли анальгетические властивості при деяких больових випробуваннях (Miranda et al., 1993; Chaplan, 2000). Вважається, що зниження нейротрансмітерів за допомогою блокади нейронних каналів Ca2 + може привести до пригнічення передачі болю. Тобто, нейронний Ca2 + канал мітрагінін, з блокуючим ефектом, може сприяти його аналгетичний ефектів.

Резюме

У цій главі було досліджено, що мітрагінін пригнічує електрично стимульоване скорочення клубової кишки морських свинок і сім’явиносних проток, блокує канали Ca2 + в клітинах нейробластоми N1E-115. Імовірно, що мітрагінін пригнічує скорочення клубової кишки морської свинки і сім’явивідної протоки за допомогою опіоїдних рецепторів і блокади нейронних каналів Ca2 +, відповідно.

Заключні зауваження

Mitragyna speciosa здавна використовується в Таїланді, Малайзії, Індонезії та Папуа-Новій Гвінеї через її опіумоподібні та кокаїноподібні ефекти. Зараз використання цієї трави заборонено в Таїланді та Малайзії через її наркотичну дію. Малайзії через її наркотичну дію. Однак у багатьох інших країнах ця рослина не перебуває під жодним контролем. У цьому дослідженні я знайшов новий і потужний агоніст опіоїдів, 7-гідроксимітрагінін, який є одним із алкалоїдів, другорядною складовою Mitragyna speciosа, кратому.

Відкриття 7-гідроксімітрагініну з кратому, як опіоїдного агоніста

Раніше ми виявили, що антиноцицептивний ефект основного компонента, мітрагініну, є менш ніж у неочищеного екстракту Mitragyna speciosa. Цей висновок свідчить про те, що один або декілька другорядних алкалоїдів Mitragyna speciosa мають дуже потужну антиноцицептивну дію. У цьому дослідженні я вивчав опіоїдний агоністичний ефект інших компонентів Mitragyna speciosa, використовуючи методику in vitro аналізів in vitro. Серед них 7-гідроксимітрагінін виявив найпотужніший опіоїдний ефект, що дозволило припустити що опіоїдна дія Mitragyna speciosa здебільшого базується на активності 7-гідроксимітрагініну.

Опіоїдні агоністичні ефекти і залучення μ-опіоїдних рецепторів в дію 7-гідроксімітрагініна

7-Гідроксімітрагінін показав селективність для μ-опіоїдних рецепторів в ізольованій клубової кишці морської свинки, сім’явиносній протоці мишей і рецепторном зв’язування. 7-Гідроксімітрагінін володіє повними агоністичними властивостями на μ-опіоїдних рецепторах in vitro. В аналізах in vivo було виявлено, що 7-гідроксімітрагінін є сильним μ-опіоїдних антиноцицептивного з’єднанням. 7-Гідроксімітрагінін показав сильне антиноцицептивного дію при підшкірному введенні. Ця дія була приблизно в 4-6 разів сильніше, ніж у морфіну. Цікаво, що цей алкалоїд ефективний при пероральному введенні. Ефект був в 14-22 рази потужніша, ніж у морфіну при пероральному введенні. Крім того, він викликав більш швидкий ефект, ніж морфін. Ці результати, отримані в ході дослідження, сильно підтримують традиційне пероральне введення кратома.

Побічні ефекти 7-гідроксімітрагініна

Морфін відіграє важливу роль як знеболювальний засіб, але він має ряд побічних ефектів, наприклад запор, толерантність та залежність. Я оцінив побічні ефекти 7-гідроксимітрагініну в порівняно з морфіном. Повторне підшкірне введення 7-гідроксимітрагініну призводило до розвитку толерантності та перехресної толерантності до морфіну. Налоксон-індуковані ознаки відміни були викликані однаково у мишей, які хронічно отримували 7-гідроксимітрагінін або морфін. Щодо шлунково-кишкового шлунково-кишкового транзиту 7-гідроксимітрагінін викликав менший запор, ніж морфін, при екві-антиноцицептивних дозах.

Потенційна корисність 7-гідроксімітрагініна як опиоидного анальгетика

Клінічні дослідження продемонстрували, що коли опіоїди використовуються для контролю болю при раку, фізична залежність і толерантність до анальгетиків не є серйозною проблемою. Однак запори є основною проблемою під час застосування морфіну. Тому 7-гідроксимітрагінін перевершує морфін як анальгетик, оскільки 7-гідроксимітрагінін менше викликає запор, ніж морфін. 7-гідроксимітрагінін структурно відрізняється від клінічно використовуваних опіоїдних агоністів, таких як морфін, фентаніл та бупренорфін. Припускають, що фармакофорне зв’язування 7-гідроксимітрагініну з опіоїдними рецепторами відрізняється від зв’язування морфіну. Це може призвести до різниці потенціалів між опіоїдними ефектами 7-гідроксимітрагініну та морфіну. Крім того, антиноцицептивний ефект 7-гідроксимітрагініну є більш потужним, ніж у морфіну, особливо при пероральному застосуванні. Тому вивчення фармакологічних ефектів алкалоїдів, похідних 7-гідроксимітрагініну, є корисним для розробки нових агоністів опіоїдів. Подальші дослідження 7-гідроксимітрагініну та його споріднених сполук будуть спрямовані на розробку нових анальгетиків для клінічного лікування болю, таких як розробка анальгетиків зі структурою морфінану.